在感染宿主细胞的过程中，艾滋病毒(HIV-1)最先与表达在细胞表面的受体相互作用。研究HIV-1与细胞受体的互作，探索针对细胞受体的抗病毒方法，有助于深入了解HIV-1致病机制，为防治HIV-1找到新的实验依据。本课题主要针对HIV-1的受体展开，根据具体研究内容及研究目的可分为以下两方面的工作。　　第一部分工作围绕HIV-1潜在吸附受体α4β7展开，研究了α4β7参与HIV-1感染的可能机制。整合素分子α4β7表达在淋巴样细胞表面，其生理功能主要为介导淋巴细胞朝肠相关淋巴组织的免疫效应部位归巢。研究表明，HIV-1包膜蛋白gp120可与α4β7相互作用，潜在增强HIV-1感染。目前关于α4β7在HIV-1感染中的致病机制，特别是在早期建立感染时所扮演的角色尚不明确。首先，本文通过体外培养的原代淋巴细胞和重组表达的HIV-1包膜蛋白gp120，发现PBMC或CD4+T淋巴细胞激活表达α4β7后，朝gp120的迁移能力显著增强。定点突变和特异性抗体抑制实验表明，gp120与α4β7之间的互作增强了细胞迁移。这一结果在构建的稳定表达HIV-1受体CD4、辅助受体CCR5和整合素α4β7的CHO细胞系中，得到进一步证实。然后，本文研究了α4β7表达与病毒吸附和感染的关系。在不同细胞系上，瞬时表达α4β7显著增强了HIV-1病毒粒子吸附。利用不同种属的整合素分子、抗体封闭以及不同包膜蛋白包装的HIV-1假病毒，证实gp120-α4β7特异性互作介导了病毒吸附。在构建的CHO稳转细胞系、原代CD8+和CD4+T淋巴细胞上，表达或激活表达α4β7同样显著增强了HIV-1病毒粒子吸附，且可被特异性抑制剂阻断。本研究的结果表明，除了实验室传代株系，部分早期传播和建立感染的毒株（T/F毒株）也能有效利用α4β7，被α4β7阳性表达细胞吸附。在HIV-1易感靶细胞水平，稳定表达或过表达α4β7后，病毒感染显著增强。在原代CD4+T淋巴细胞水平，单抗封闭α4β7部分抑制了实验室传代株的病毒复制，对于T/F毒株，未观察到显著抑制效应，可能由于单抗与α4β7的结合诱导了散在悬浮细胞聚焦成团，潜在增强病毒感染，从而中和了封闭α4β7导致的抑制病毒感染效应。当采用表达特异性干扰shRNA的慢病毒载体转导原代CD4+T淋巴细胞，干扰α4β7表达后，实验传代株和T/F毒株的感染水平均表现出明显下降。利用体外培养的结直肠组织块实验进一步证实，靶向阻断gp120-α4β7互作显著降低了HIV-1感染水平。受体表型分析实验结果显示，α4β7在来源于结直肠组织的淋巴细胞表面，与CD4、CCR5和CXCR4共表达，这类细胞亚群可能成为HIV-1早期黏膜感染过程中的最适靶细胞。本部分研究进一步揭示了α4β7作为非必需吸附受体在HIV-1感染中所扮演的角色，为深入了解HIV-1建立早期黏膜感染过程、阐释HIV-1致病机制提供了重要启示。　　第二部分的工作是针对HIV-1辅助受体CCR5的基因编辑研究。基因编辑技术是基因治疗的主要手段之一，利用被称为“分子剪刀”的核酸酶，对基因组特定位点进行插入、置换或剪切等改造，以实现疾病防治的功能。本部分工作采用最新的CRISPR/Cas9技术，开展了针对CCR5的基因编辑相关研究。首先，本研究设计与合成了一组特异性识别序列，细胞系水平的验证结果表明，RNA导向的Cas9核酸酶能靶向切割CCR5开放放阅读框所在的基因组区域，高通量测序结果显示，非同源性末端接合介导的修复机制在Cas9靶向切割位点附近产生了1至数十个碱基的多样化插入和缺失。CRISPR/Cas9敲除CCR5表达，使HIV-1敏感细胞转变为非敏感细胞。在基因组水平进行生物信息学分析后，得到3条导向序列各自得分最高的15个可能脱靶位点，T7EI错配识别酶切割实验表明，这些位点均未出现显著脱靶现象。然后，本部分研究利用改造型腺病毒载体，设计、克隆、包装并纯化了表达CRISPR/Cas9元件的重组腺病毒，细胞病变效应、Western Blotting及T7EI切割实验验证重组病毒表达成功并具有活性。最后，在原代CD4+T淋巴细胞水平，转导重组腺病毒特可特异性切割CCR5基因组位点，敲除CCR5表达，建立HIV-1不敏感性。CRISPR/Cas9介导的基因编辑技术具有操控性强、特异性高、用途广泛等优点，本部分研究为HIV-1基因治疗提供了一种新的前期实验参考，同时，启发我们开发并利用其它类型的改造工具病毒，以实现特定细胞和组织靶向的基因编辑。