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摘要 以美国红枫十月辉煌带腋芽茎段为外植体，以不同植物激素类型及浓度配比对其腋芽启动、丛芽增殖和生根等阶段进行试验研究。结果表明，腋芽在诱导培养基MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L上的诱导率达80%以上。丛芽增殖的最优培养基为MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L 琼脂粉6.5 g/L 蔗糖30 g/L，增殖倍率达3.58。生根培养基1/2MS IBA 0.8 mg/L NAA 0.5 mg/L 琼脂粉6.5 g/L 蔗糖20 g/L，获得90%以上的生根率，根数2～5条。
关键词 美国红枫；十月辉煌；腋芽启动；增殖；生根
中图分类号 S687 文献标识码 A 文章编号 1007-5739（2017）15-0128-03
Abstract The stem segments with axillary buds of Acer rubrum ′ctober Glory′ were taken as explants to culture by different hormone types and concentration ratios，doing a series of experiments about buds induction and proliferation，rooting and so on.The best induction medium was MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 30 g/L，the induction rate was above 80%，the optimum multiplication medium was MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 30 g/L，the proliferation multiple was 3.58.The best rooting medium was 1/2MS IBA 0.8 mg/L NAA 0.5 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 20 g/L，rooting rate reached 90%，root number was 2～5.
Key words Acer rubrum；Acer rubrum ′October Glory′；axillary buds induction；proliferation；rooting
十月辉煌（Acer rubrum ′October Glory′），属槭树科槭属的落叶乔木，原产于美国东海岸，是一种美国红枫系列改良的园艺品种[1-2]，长势较快，对土壤和气候的适应性宽泛，抗性较好，树型挺直向上，叶型美观，春夏季节拥有靓丽的绿色，秋季红艳动人且持续时间久，成为近年来比较流行的彩色树种，广泛适用于园林行道树和景观造景中。而较高的观赏利用价值导致目前苗木市场需求量日益趋增，常规繁殖已达不到产量和质量的需求[3-4]，而通过十月辉煌组织培养体系的快速建立，克服了有性繁殖性状的不稳定、其他常规繁殖周期长的不足，有效地扩充了美国红枫的产业化、规模化发展道路，为今后美国红枫组织培养技术研究提供了更好的参考与保证[5]。
1 材料与方法
1.1 试验材料及前期准备
1.1.1 外植体的选择。2016年5月，等大田四年生大树开始抽出新枝，选择在晴天上午剪取3～4节带腋芽茎段的枝条，即从顶芽开始往下取带腋芽的节点。
1.1.2 培养基的配制。以MS为基本培养基，加入蔗糖30 g/L（生根培养蔗糖20 g/L）、6.5 g/L琼脂、植物生长调节剂等配制成固体培养基，培养基溶液均以1 mol/L KOH和HCl溶液将其pH值调至5.80，各激素、活性炭（AC）及操作工具、器皿均需高温高压灭菌20 min。
1.1.3 培养条件。每个阶段的培养温度为25～27 ℃，培养周期为4～5周，光照培养16 h，黑暗培养8 h，光照条件为2 000～2 500 lx。
1.1.4 外植体的消毒。将外植体的叶子和顶芽去掉，按比例（次氯酸钠∶水）1∶4配制消毒溶液备用，所有操作均在无菌超净台上进行。用75%酒精棉擦拭外植体，分切成单节带芽茎段，用无菌水冲洗2遍，置于消毒溶液中不断摇晃20～30 min，无菌水冲洗3遍，平放于无菌板（长20 cm，宽10 cm）上，用刀片将茎段上下原有的旧伤口切去，腋芽上部保留0.5～1.0 cm，腋芽下部保留1.0～1.5 cm，轻微倾斜地插入萌芽培养基中，保持腋芽与培养基表面的距离在0.5 cm左右。
1.2 培养过程
1.2.1 腋芽的启动培养。选小号玻璃方瓶，每水平做60瓶，每瓶接种1个外植体，至萌芽培养基中，先暗培养3 d，随后转入光下培养2～4周，4周后统计萌芽率。萌芽率（%）=茎段萌芽数/（接种茎段数-茎段污染数）×100。
1.2.2 丛芽的增殖培养。待无菌苗长至2 cm左右，将外植体从茎中部分切开，转接入增殖培养基中培养，选大号玻璃圆瓶，每水平做6瓶，每瓶接种16个外植体，4周后统计增殖率。增殖倍数=丛芽数/接种芽数。
1.2.3 生根培养。将增殖后的丛芽分切，接种到MS壮苗培养基上进行30 d的壮苗，等植株长到3～4 cm，切去基部组织，留2～3 cm接种于生根培养基培养。每水平接6瓶，每瓶接种16个外植体。20 d后统计生根率、根长。生根率（%）=生根顶芽数/接种茎段数×100。
2 结果与分析
2.1 激素类型与配比浓度对启动培养的影响
将十月辉煌的带腋芽茎段接种在诱导培养基7～10 d后，茎段基部开始膨大并产生致密的绿色愈伤组织，腋芽开始萌动抽嫩芽，3～4周后抽莖长大。试验结果如表1所示。 由表2可以看出，TDZ、AC均对十月辉煌腋芽萌芽率的影响极其显著（P<0.05），TDZ×AC间交互作用并没有产生一定的显著性差异（P>0.05），由表3得出，AC1均值最大，为78.887%，AC1和AC2之间存在显著性差异（P<0.05）；同理，TDZ3均值最大，其3个水平之间均存在着显著性差异，因此十月辉煌腋芽的最佳启动培养基为AC1 TDZ3，即MS AC 0.0 mg/L TDZ 0.01 mg/L BA 0.1 mg/L。从萌芽状态来看，较高浓度的TDZ水平，使外植体产生了玻璃化，且从表1可以看出，TDZ 0.01 mg/L水平和TDZ 0.008 mg/L水平之间的差异不明显，因而选择最佳的启动培养基为MS TDZ 0.008 mg/L BA0.1 mg/L。
2.2 激素类型与配比浓度对丛芽增殖的影响
外植体在增殖培养基培养10 d，基部开始膨大产生愈伤组织，4周后产生丛芽，不同处理对芽的增殖影响差异很大，试验结果如表4所示。
从表4可以看出，TDZ、BA、GA3各因素对丛芽增殖均有一定的影响，根据K值大小，KA3>KA2>KA1，KB3>KB2>KB1，KC1>KC2>KC3，得出A、B、C 3个因素的最优水平组合为A3B3C1，即最佳增殖培养基组合为MS TDZ 0.01 mg/L BA 0.1 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率为3.82。根据极差R值大小可知，RA>RB>RC，所以3个因素对试验结果影响的主次顺序为A>B>C，即 TDZ浓度水平对丛芽增殖的影响最大，BA次之，GA3对其影响最小。TDZ在0.01 mg/L 水平，增殖率虽然达3.53以上，但丛芽基部产生较多松软的愈伤组织，丛芽玻璃化程度较为严重，长势畸形，不利于后期继代，而BA在0.1 mg/L水平，同样会加重丛芽的玻璃化程度，GA3为3.0 mg/L水平，丛芽的叶型不够正常，多数产生狭长的畸形状态，不利于工厂化生产对瓶苗质量的要求。因此，选取较佳的增殖培养基组合为MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率为3.58。
2.3 激素类型与配比浓度对生根的影响
顶芽接入生根培养基2周之后，茎段基部开始冒出乳白色根头，主根2～5个，根长为3～6 cm，试验结果具体如表5所示。
从表6可以看出，IBA和MS对生根的影响有显著性差异，其中IBA最显著，NAA对生根的影响并不显著。根据F值大小，F（IBA）>F（MS），得出影响十月辉煌生根率的主次顺序为IBA>MS，通过分析单因素统计表，得出MS（1）、IBA（2）和NAA（2）均值最大，且各因素水平间的显著性差异都不明显。从表4根系的状态和数量、长势综合分析，得出影响十月辉煌最佳的生根配方为MS1 IBA1 NAA2，即1/2MS IBA 0.8 mg/L NAA 0.5 mg/L。
3 结论与讨论
3.1 激素类型及浓度配比对十月辉煌腋芽启动的影响
植物激素的多效性，为植物的体外培养与发展提供了有利条件，从本试验中得出，培养基中的激素及其浓度搭配对十月辉煌腋芽的萌发、丛芽的增殖和外植体的生根具有重要作用。
一般情况下，体外培养中植物的很多组织和器官，靠自身潜在的内源细胞分裂素，并不能更好地支撑生长发育，而通过添加外源细胞分裂素，更有利于芽的启动、分化与增殖。在腋芽启动培养中，仅添加了外源细胞分裂素TDZ和BA，均对十月辉煌的腋芽启动产生了很大的作用，在未添加活性炭的情况下，萌芽率随着TDZ的浓度水平的增加而升高，当TDZ 0.01 mg/L水平时，最高达到88.33%，随之瓶苗的玻璃化程度逐渐加重，影响了后期的增殖，而TDZ 0.008 mg/L水平，瓶苗的玻璃化程度有所降低，MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L，达到83.33%的萌芽率。在添加活性炭的情况下，同样萌芽率随着TDZ的浓度水平的增加而升高，升高趋势趋于平缓，在TDZ处于0.01 mg/L水平时，萌芽率最高仅达到66.67%，但玻璃化程度明显减轻，说明活性炭的加入，对腋芽的启动起着一定的抑制作用，或许吸附特性较强的活性炭吸附了一部分外源激素[6]，减弱了外源激素的活性，从而也降低了玻璃化程度。通过瓶苗的长势状态及萌芽率，最终择取十月辉煌腋芽的最佳启动培养基为MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L，因为较高的TDZ 0.01 mg/L浓度水平，瓶苗严重的玻璃化，限制了后期继代。
3.2 激素类型及浓度配比对十月辉煌丛芽增殖的影响
经大量科学试验验证，细胞分裂素与生长素之间的不同浓度比例，更能有效地诱导细胞分裂或调控植物在组织培养过程的形态发生，较高的细胞分裂素和生长素比值，一般能促进芽的分化与增殖。
本次丛芽增殖试验，采用与生长素效应相似的GA3，与细胞分裂素TDZ和BA联合使用，达到了更好的增殖效果，说明细胞分裂素TDZ与BA，能有效刺激细胞的分裂而获得较多的丛芽。试验发现，丛芽增殖率随着TDZ浓度的升高而升高，玻璃化程度逐渐加重，TDZ在最高0.01 mg/L水平，增殖率虽然达3.53以上，但丛芽基部产生较多松软的愈伤组织，丛芽玻璃化程度较为严重，长势畸形，不利于后期继代，而S.R.Wann等发现美国红枫最佳的增殖浓度为TDZ 0.01 mg/L[7]，徐 榕等[8]在自由人槭的增殖培养阶段发现TDZ浓度 > 0.05 mg/L，玻璃化现象越严重。BA在0.1 mg/L水平，同样会加重丛芽的玻璃化程度，其与TDZ 0.01 mg/L水平结合，虽然达到最高3.82的增殖率，但玻璃化瓶苗严重影响了继代。GA3的加入，却降低了瓶苗的玻璃化水平，但随着浓度水平的增高，丛芽的叶型不够正常，GA3 达3.0 mg/L水平时，丛芽的叶型多数产生狭长的畸形状态，不利于工厂化生产对瓶苗质量的要求，或许高浓度的GA3产生了毒害作用[9]。因此，根据增殖率、丛芽的生长状态，选取较佳的增殖培养基组为MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率為3.58。 3.3 激素类型及浓度配比对十月辉煌生根的影响
对于体外培养物的生根培养，低盐水平更有利于根系的诱导发生，本试验分别采用MS和1/2MS作为基本培养基来诱导根系，发现基本培养基中无机盐含量的多少，对生根率的影响关系并不大，而生长素类型和浓度起着比较重要的作用，在生根培养基过程中，生根率随着IBA浓度的增加而增加，当IBA达0.8 mg/L时，生根率均在85.4%以上，根系较为细长，而NAA的加入对根系质量的提高起着关键作用，利于根系的粗壮。窦 玥等[10]在紫叶挪威槭根系的诱导研究中发现，IBA与NAA结合使用能够促进生根。当IBA达0.8 mg/L、NAA达0.5 mg/L时，生根率达最高，为95.8%，根据生根率及根的状态获得最佳的生根培养基为 MS IBA 0.3 mg/L NAA 0.5 mg/L。
4 参考文献
[1] 钟家骥.彩叶植物巴西红苋和美国红枫的组织培养[D].成都：四川大学，2007.
[2] 于传.美国红枫（Acer rubrum）的组织培养技术体系研究[D].重庆：西南大学，2013.
[3] 李莹，罗晓芳，蒋湘宁.美国红枫外植体选择及启动培养研究[J].黑龙江农业科学，2010（8）：6-9.
[4] 宗树斌，周春玲，牛立军，等.美国红枫的组织培养研究[J].山东林业科技，2006（1）：1-3.
[5] 曹受金，刘辉华，田英翠.美国红枫组织培养与快繁技术的研究[J].湖北农业科学，2010，49（11）：2643-2645.
[6] 王港，杨秀平，李周岐.活性炭对组织培养中几种植物激素的吸附作用[J].林業科技开发.2006，20（6）：26-27.
[7] PALIK B J，PREGITZER K S.The age and height structure of red maple（Acerrubrum） populations in.[J].Revue Canadienne De Recherche For-estière，1992，22（10）：1449-1462.
[8] 徐榕，苑兆和，招雪晴，等.生长调节剂对自由人械‘冷俊’组培过程中增殖及生根的效应[J].山东林业科技，2009，39（5）：17-20.
[9] 乔治 E F，阿尔 M A，克勒克 G J D E，等.植物组培快繁[M].北京：化学工业出版社，2013.
[10] 窦玥，郭海军，邸圆媛，等.紫叶挪威槭的组织培养及其生根的研究[J].大连民族学院学报，2010，12（3）：206-208.
关键词 美国红枫；十月辉煌；腋芽启动；增殖；生根
中图分类号 S687 文献标识码 A 文章编号 1007-5739（2017）15-0128-03
Abstract The stem segments with axillary buds of Acer rubrum ′ctober Glory′ were taken as explants to culture by different hormone types and concentration ratios，doing a series of experiments about buds induction and proliferation，rooting and so on.The best induction medium was MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 30 g/L，the induction rate was above 80%，the optimum multiplication medium was MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 30 g/L，the proliferation multiple was 3.58.The best rooting medium was 1/2MS IBA 0.8 mg/L NAA 0.5 mg/L agar 6.5 mg/L sugar 20 g/L，rooting rate reached 90%，root number was 2～5.
Key words Acer rubrum；Acer rubrum ′October Glory′；axillary buds induction；proliferation；rooting
十月辉煌（Acer rubrum ′October Glory′），属槭树科槭属的落叶乔木，原产于美国东海岸，是一种美国红枫系列改良的园艺品种[1-2]，长势较快，对土壤和气候的适应性宽泛，抗性较好，树型挺直向上，叶型美观，春夏季节拥有靓丽的绿色，秋季红艳动人且持续时间久，成为近年来比较流行的彩色树种，广泛适用于园林行道树和景观造景中。而较高的观赏利用价值导致目前苗木市场需求量日益趋增，常规繁殖已达不到产量和质量的需求[3-4]，而通过十月辉煌组织培养体系的快速建立，克服了有性繁殖性状的不稳定、其他常规繁殖周期长的不足，有效地扩充了美国红枫的产业化、规模化发展道路，为今后美国红枫组织培养技术研究提供了更好的参考与保证[5]。
1 材料与方法
1.1 试验材料及前期准备
1.1.1 外植体的选择。2016年5月，等大田四年生大树开始抽出新枝，选择在晴天上午剪取3～4节带腋芽茎段的枝条，即从顶芽开始往下取带腋芽的节点。
1.1.2 培养基的配制。以MS为基本培养基，加入蔗糖30 g/L（生根培养蔗糖20 g/L）、6.5 g/L琼脂、植物生长调节剂等配制成固体培养基，培养基溶液均以1 mol/L KOH和HCl溶液将其pH值调至5.80，各激素、活性炭（AC）及操作工具、器皿均需高温高压灭菌20 min。
1.1.3 培养条件。每个阶段的培养温度为25～27 ℃，培养周期为4～5周，光照培养16 h，黑暗培养8 h，光照条件为2 000～2 500 lx。
1.1.4 外植体的消毒。将外植体的叶子和顶芽去掉，按比例（次氯酸钠∶水）1∶4配制消毒溶液备用，所有操作均在无菌超净台上进行。用75%酒精棉擦拭外植体，分切成单节带芽茎段，用无菌水冲洗2遍，置于消毒溶液中不断摇晃20～30 min，无菌水冲洗3遍，平放于无菌板（长20 cm，宽10 cm）上，用刀片将茎段上下原有的旧伤口切去，腋芽上部保留0.5～1.0 cm，腋芽下部保留1.0～1.5 cm，轻微倾斜地插入萌芽培养基中，保持腋芽与培养基表面的距离在0.5 cm左右。
1.2 培养过程
1.2.1 腋芽的启动培养。选小号玻璃方瓶，每水平做60瓶，每瓶接种1个外植体，至萌芽培养基中，先暗培养3 d，随后转入光下培养2～4周，4周后统计萌芽率。萌芽率（%）=茎段萌芽数/（接种茎段数-茎段污染数）×100。
1.2.2 丛芽的增殖培养。待无菌苗长至2 cm左右，将外植体从茎中部分切开，转接入增殖培养基中培养，选大号玻璃圆瓶，每水平做6瓶，每瓶接种16个外植体，4周后统计增殖率。增殖倍数=丛芽数/接种芽数。
1.2.3 生根培养。将增殖后的丛芽分切，接种到MS壮苗培养基上进行30 d的壮苗，等植株长到3～4 cm，切去基部组织，留2～3 cm接种于生根培养基培养。每水平接6瓶，每瓶接种16个外植体。20 d后统计生根率、根长。生根率（%）=生根顶芽数/接种茎段数×100。
2 结果与分析
2.1 激素类型与配比浓度对启动培养的影响
将十月辉煌的带腋芽茎段接种在诱导培养基7～10 d后，茎段基部开始膨大并产生致密的绿色愈伤组织，腋芽开始萌动抽嫩芽，3～4周后抽莖长大。试验结果如表1所示。 由表2可以看出，TDZ、AC均对十月辉煌腋芽萌芽率的影响极其显著（P<0.05），TDZ×AC间交互作用并没有产生一定的显著性差异（P>0.05），由表3得出，AC1均值最大，为78.887%，AC1和AC2之间存在显著性差异（P<0.05）；同理，TDZ3均值最大，其3个水平之间均存在着显著性差异，因此十月辉煌腋芽的最佳启动培养基为AC1 TDZ3，即MS AC 0.0 mg/L TDZ 0.01 mg/L BA 0.1 mg/L。从萌芽状态来看，较高浓度的TDZ水平，使外植体产生了玻璃化，且从表1可以看出，TDZ 0.01 mg/L水平和TDZ 0.008 mg/L水平之间的差异不明显，因而选择最佳的启动培养基为MS TDZ 0.008 mg/L BA0.1 mg/L。
2.2 激素类型与配比浓度对丛芽增殖的影响
外植体在增殖培养基培养10 d，基部开始膨大产生愈伤组织，4周后产生丛芽，不同处理对芽的增殖影响差异很大，试验结果如表4所示。
从表4可以看出，TDZ、BA、GA3各因素对丛芽增殖均有一定的影响，根据K值大小，KA3>KA2>KA1，KB3>KB2>KB1，KC1>KC2>KC3，得出A、B、C 3个因素的最优水平组合为A3B3C1，即最佳增殖培养基组合为MS TDZ 0.01 mg/L BA 0.1 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率为3.82。根据极差R值大小可知，RA>RB>RC，所以3个因素对试验结果影响的主次顺序为A>B>C，即 TDZ浓度水平对丛芽增殖的影响最大，BA次之，GA3对其影响最小。TDZ在0.01 mg/L 水平，增殖率虽然达3.53以上，但丛芽基部产生较多松软的愈伤组织，丛芽玻璃化程度较为严重，长势畸形，不利于后期继代，而BA在0.1 mg/L水平，同样会加重丛芽的玻璃化程度，GA3为3.0 mg/L水平，丛芽的叶型不够正常，多数产生狭长的畸形状态，不利于工厂化生产对瓶苗质量的要求。因此，选取较佳的增殖培养基组合为MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率为3.58。
2.3 激素类型与配比浓度对生根的影响
顶芽接入生根培养基2周之后，茎段基部开始冒出乳白色根头，主根2～5个，根长为3～6 cm，试验结果具体如表5所示。
从表6可以看出，IBA和MS对生根的影响有显著性差异，其中IBA最显著，NAA对生根的影响并不显著。根据F值大小，F（IBA）>F（MS），得出影响十月辉煌生根率的主次顺序为IBA>MS，通过分析单因素统计表，得出MS（1）、IBA（2）和NAA（2）均值最大，且各因素水平间的显著性差异都不明显。从表4根系的状态和数量、长势综合分析，得出影响十月辉煌最佳的生根配方为MS1 IBA1 NAA2，即1/2MS IBA 0.8 mg/L NAA 0.5 mg/L。
3 结论与讨论
3.1 激素类型及浓度配比对十月辉煌腋芽启动的影响
植物激素的多效性，为植物的体外培养与发展提供了有利条件，从本试验中得出，培养基中的激素及其浓度搭配对十月辉煌腋芽的萌发、丛芽的增殖和外植体的生根具有重要作用。
一般情况下，体外培养中植物的很多组织和器官，靠自身潜在的内源细胞分裂素，并不能更好地支撑生长发育，而通过添加外源细胞分裂素，更有利于芽的启动、分化与增殖。在腋芽启动培养中，仅添加了外源细胞分裂素TDZ和BA，均对十月辉煌的腋芽启动产生了很大的作用，在未添加活性炭的情况下，萌芽率随着TDZ的浓度水平的增加而升高，当TDZ 0.01 mg/L水平时，最高达到88.33%，随之瓶苗的玻璃化程度逐渐加重，影响了后期的增殖，而TDZ 0.008 mg/L水平，瓶苗的玻璃化程度有所降低，MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L，达到83.33%的萌芽率。在添加活性炭的情况下，同样萌芽率随着TDZ的浓度水平的增加而升高，升高趋势趋于平缓，在TDZ处于0.01 mg/L水平时，萌芽率最高仅达到66.67%，但玻璃化程度明显减轻，说明活性炭的加入，对腋芽的启动起着一定的抑制作用，或许吸附特性较强的活性炭吸附了一部分外源激素[6]，减弱了外源激素的活性，从而也降低了玻璃化程度。通过瓶苗的长势状态及萌芽率，最终择取十月辉煌腋芽的最佳启动培养基为MS TDZ 0.008 mg/L BA 0.1 mg/L，因为较高的TDZ 0.01 mg/L浓度水平，瓶苗严重的玻璃化，限制了后期继代。
3.2 激素类型及浓度配比对十月辉煌丛芽增殖的影响
经大量科学试验验证，细胞分裂素与生长素之间的不同浓度比例，更能有效地诱导细胞分裂或调控植物在组织培养过程的形态发生，较高的细胞分裂素和生长素比值，一般能促进芽的分化与增殖。
本次丛芽增殖试验，采用与生长素效应相似的GA3，与细胞分裂素TDZ和BA联合使用，达到了更好的增殖效果，说明细胞分裂素TDZ与BA，能有效刺激细胞的分裂而获得较多的丛芽。试验发现，丛芽增殖率随着TDZ浓度的升高而升高，玻璃化程度逐渐加重，TDZ在最高0.01 mg/L水平，增殖率虽然达3.53以上，但丛芽基部产生较多松软的愈伤组织，丛芽玻璃化程度较为严重，长势畸形，不利于后期继代，而S.R.Wann等发现美国红枫最佳的增殖浓度为TDZ 0.01 mg/L[7]，徐 榕等[8]在自由人槭的增殖培养阶段发现TDZ浓度 > 0.05 mg/L，玻璃化现象越严重。BA在0.1 mg/L水平，同样会加重丛芽的玻璃化程度，其与TDZ 0.01 mg/L水平结合，虽然达到最高3.82的增殖率，但玻璃化瓶苗严重影响了继代。GA3的加入，却降低了瓶苗的玻璃化水平，但随着浓度水平的增高，丛芽的叶型不够正常，GA3 达3.0 mg/L水平时，丛芽的叶型多数产生狭长的畸形状态，不利于工厂化生产对瓶苗质量的要求，或许高浓度的GA3产生了毒害作用[9]。因此，根据增殖率、丛芽的生长状态，选取较佳的增殖培养基组为MS TDZ 0.005 mg/L BA 0.05 mg/L GA3 1.5 mg/L，增殖率為3.58。 3.3 激素类型及浓度配比对十月辉煌生根的影响
对于体外培养物的生根培养，低盐水平更有利于根系的诱导发生，本试验分别采用MS和1/2MS作为基本培养基来诱导根系，发现基本培养基中无机盐含量的多少，对生根率的影响关系并不大，而生长素类型和浓度起着比较重要的作用，在生根培养基过程中，生根率随着IBA浓度的增加而增加，当IBA达0.8 mg/L时，生根率均在85.4%以上，根系较为细长，而NAA的加入对根系质量的提高起着关键作用，利于根系的粗壮。窦 玥等[10]在紫叶挪威槭根系的诱导研究中发现，IBA与NAA结合使用能够促进生根。当IBA达0.8 mg/L、NAA达0.5 mg/L时，生根率达最高，为95.8%，根据生根率及根的状态获得最佳的生根培养基为 MS IBA 0.3 mg/L NAA 0.5 mg/L。
4 参考文献
[1] 钟家骥.彩叶植物巴西红苋和美国红枫的组织培养[D].成都：四川大学，2007.
[2] 于传.美国红枫（Acer rubrum）的组织培养技术体系研究[D].重庆：西南大学，2013.
[3] 李莹，罗晓芳，蒋湘宁.美国红枫外植体选择及启动培养研究[J].黑龙江农业科学，2010（8）：6-9.
[4] 宗树斌，周春玲，牛立军，等.美国红枫的组织培养研究[J].山东林业科技，2006（1）：1-3.
[5] 曹受金，刘辉华，田英翠.美国红枫组织培养与快繁技术的研究[J].湖北农业科学，2010，49（11）：2643-2645.
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