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内源的有氧代谢及外源环境因素会使有氧生物的细胞内产生活性氧（Reactive Oxygen Species,ROS）。如果ROS的产生水平超过细胞内抗氧化物的清除能力,ROS就会对细胞中的生物大分子造成氧化损伤。遭受损伤的蛋白质和脂质能够得到有效的降解及循环利用,但是作为遗传物质的DNA,其损伤需要被及时修复。在组成DNA的三种结构元件中,含氮碱基最易遭受损伤,而四种碱基中,由于鸟嘌呤（G）的氧化还原电势最低,所以最容易被氧化,形成8-oxo-7,8-dihydroguanine（8-oxoG）。8-oxoG不仅会和胞嘧啶配对,而且还会和腺嘌呤配对,经过两次连续复制,如果8-oxoG不被修复,就会发生G:C到T:A的颠换突变。由8-oxoG DNA glycosylase 1（OGG1）所起始的碱基切除修复（base excision repair,BER）途径能够有效的修复8-oxoG损伤。近年来的研究发现8-oxoG不仅是基因组上最普遍的氧化损伤产物,而且很可能作为一种表观遗传标记在基因表达调控中发挥作用。超过72%的人类基因启动子区富含GC序列,从而成为氧化应激条件下,8-oxoG的潜在位点。然而我们实验室的研究发现,在高氧环境下,氧还调控基因的启动子区产生8-oxoG的同时,OGG1自身也发生氧化,此时修复功能暂时失活的OGG1结合到8-oxoG上,招募NF-κB等转录因子,形成转录起始复合物,促进炎症基因的转录。为进一步证明氧化应激条件下,OGG1促进炎症因子的表达并不依赖其BER功能,我们设计了修复功能缺失但底物识别和结合功能尚存的突变质粒,并设计修复功能及识别功能双重缺失的OGG1突变质粒作为对照,来比较二者对OGG1转录功能的影响。首先,我们先后构建了GST-OGG1 K249Q、GST-OGG1 K249R、GST-OGG1 C253A、GST-OGG1 D268A质粒,并诱导表达纯化出GST-OGG1野生型及其点突变质粒的融合蛋白,进行EMSA及cleavage实验,检测其结合及切割8-oxoG的能力,最终决定选取修复功能缺失但识别功能尚存的OGG1K249Q及修复功能和识别功能双重缺失的OGG1 D268A进行真核细胞内转录功能的研究。为此,我们构建了YFP-OGG1 K249Q及YFP-OGG1 D268A质粒,将其转染进MEF Ogg1-/-细胞中,检测不同时长的TNF-α刺激下,Cxcl2 mRNA表达水平的差异。研究结果表明,氧化应激条件下,OGG1促进炎症因子的表达不依赖其对8-oxoG的修复功能,这是一种OGG1通过非BER途径调控基因表达的新机制。研究结果为进一步进行OGG1抑制剂的研究提供了理论依据,对于相关疾病的靶向治疗也有一定的参考价值。